动物实验的基本操作方法

2019/10/171动物实验的基本操作方法2019/10/172报告主要内容实验动物的识别抓取标记方法给药途径和方法实验动物的麻醉实验标本的采集实验动物的处死肿瘤大小测量肿瘤细胞皮下接种2019/10/173如何判断小鼠性别成年鼠性别很易区分，雄鼠的阴囊明显；雌鼠可见阴道开口和五对乳头。生殖器与肛门的距离也可判定，近者为雌性，中间无毛；远者为雄性，中间有毛。仔鼠或幼鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定。2019/10/174♀♂2019/10/175如何抓取小鼠先用右手抓住鼠尾并提起，放在实验台上，在其向前爬行时，顺势用左手的拇指和食指抓住其两耳和头颈部皮肤，然后把鼠体翻转向上置于左手心中，把后肢拉直，用左手的无名指及小指夹住鼠尾部即可。对于操作熟练者，可采用左手一手抓住法，右手可不必放下注射器等工具。操作时应小心被小鼠抓咬。不同的操作也对应着不同的抓取方式，需在技能练习中慢慢体会。2019/10/1762019/10/177如何标记小鼠耳钉标记法：用左手食指及拇指抓紧鼠左耳及左半边脸和颈部，背部朝上，用酒精棉擦拭一下右耳，右手持装好耳钉的耳钉夹，将耳钉开口夹住尽量平展的右耳，最好夹住耳朵中部到根部的位置防止太边上容易脱落，用力握紧耳钉夹，使耳钉尖端扣入凹槽。注意动作要轻要稳以防用力过猛扯坏小鼠的耳朵；耳钉有数字的一面尽量朝外方便读数。建议两个人共同完成。2019/10/178如何标记小鼠无耳钉标记法：1、剪耳法在小鼠双耳的不同部位上剪一三角口来表示不同号码。一般习惯是：左上为1，左下为2，右上为3，右下为4，左耳两刀为5，左右耳各一刀为6，右耳两刀为7，不剪为82、画尾巴法一横为1，两横为2，三横为3，四横为4，一竖为5，一竖一横为6，一竖两横为7，一竖三横为8，一竖四横为9，不画为10。2019/10/1795#9#2019/10/1710实验动物的给药途径和方法灌胃（po）这是一种用处较多的给药方法。有些药物采用其他注射方法效果不好，而用此法反而效果好；有些药物（如临床上的口服药用于动物实验）不能采取静脉注射、肌肉注射等方法而必须采用此法。1、经口给药2019/10/17112019/10/1712实验动物的给药途径和方法用左手拇指和食指抓住鼠两耳和头部皮肤，将鼠抓持在手掌内，使其腹部向上，头部向上有一定的倾斜度，右手持注射器，从小鼠口角插入口腔，压其头部，使口腔和食管成一直线，再紧沿上腭和咽后壁慢慢插入食管，使其前端到达膈肌位置，然后把药液灌入胃内。灌时若很通畅，表示针头已进入胃内；若不通畅，动物有呕吐动作或强烈挣扎，表示针头未插入胃内，要立即拔出并按上述方法重操作。2019/10/1713这种抓法不要抓得太紧，以免颈部皮肤向后拉，勒住食管，灌胃针不易插直或容易损伤食管；也不能抓得不紧，否则鼠在受压迫时容易挣脱掉而咬伤操作者的手指。也可用左手食指及拇指抓紧鼠右耳的方法来避免上述缺点灌胃抓法要点2019/10/1714灌胃要点动物要固定好；进针方向正确，要沿着口角进针，再顺着食管方向插入胃内，绝不能进针不顺而强行向里插，否则会捅破食管，甚至注入肺内而造成动物死亡。常用灌胃量为0.1-0.2ml/10g。2019/10/1715实验动物的给药途径和方法静脉注射（iv）小鼠一般采用尾静脉注射1、固定：用小鼠固定器将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。2、注射给药2019/10/1716实验动物的给药途径和方法2、血管的选择：小鼠尾部有三条静脉，左右两边的静脉比较浅，容易穿刺；中间一条位置较深，建议不选择。穿刺先远后尽，不要一开始就从尾根部，这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。选择尾下1/4-1/3处比较好（约距尾尖2-3cm，因为尾梢端皮薄静脉浅，易于刺入；但不可离尾尖太近，防止尾巴碎断或不好固定）。2019/10/1717实验动物的给药途径和方法熟练的话看哪里血管清晰就扎哪里。一般用75%酒精反复擦拭穿刺血管，使其充盈，并且使皮肤角质层软化，利于穿刺。或者在注射之前用约50度温水泡大约2分钟，使血管充分舒张，用干棉球擦干。或者直接用手握住尾巴，用手心的温度使其血管充盈。2019/10/1718实验动物的给药途径和方法3、针的选择：4号1ml注射器4、注射手法：注射时左手扯尾，用左手的食指,中指,无名指及大拇指将小鼠尾巴固定。右手持注射器，从中指及无名指与拇指接触处稍上方进针，进针时针尖朝下，使针头与尾部近似平行刺入尾静脉（针头与尾部夹角小于10°）在尾静脉内平行推进少许。针扎入时有落空感，针头沿血管进入，肉眼可关察到血液充盈针尖的那一瞬间，这是关键。2019/10/17192019/10/1720实验动物的给药途径和方法如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力；若手感针行有阻力，注射部位皮下发白，说明针头未刺入静脉内，应换部位重刺。但要尽量做到一次注射成功，因为重刺会增加注射的困难；另外，第二次重刺，也可能失去了尾静脉注射的最佳位置。进血管后注意保持稳定，左手的三指捏住尾巴，并连针头和鼠尾一起捏住，以防鼠活动时针头脱出。2019/10/1721实验动物的给药途径和方法针尖很容易刺穿血管的；推药时，要缓推。要注意不能有气泡进入，否则将导致动物死亡。注射完毕拔出针头，随即用左手拇指按住注射部位，右手放下注射器，取一棉球按压注射部位，使血液和药液不流出。至于能否穿进，个人手感如何，全靠自己啦。多练习，一定很快掌握的！2019/10/1722注射前尾静脉尽量充盈；针头刺入后，务必使其与血管走行方向平行当针头进入顺利无阻时，要把针头和鼠尾一起固定好，切勿晃动，以免出血造成血肿或溶液溢出；注射部位尽量选用尾下1/4-1/3处操作者要动作轻快而熟练，争取一次成功尾静脉注射的注意要点2019/10/1723实验动物的给药途径和方法皮下注射（sc或H）用左手拇指和食指轻轻提起动物颈背皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下，若针头容易摆动，证明针头已在皮下，推送药液使注射部位隆起，拔针时，以手指轻按针孔片刻，可防止药液外漏。若两人合作，一人左手抓住小白鼠头部皮肤，右手拉住鼠尾，另一人左手提起背部皮肤，右手持注射器刺入。2、注射给药2019/10/17242019/10/1725实验动物的给药途径和方法腹腔注射（ip）用左手大拇指及食指抓住动物两耳及头部皮肤，腹部朝上，必要时可用左手无名指及小指夹住鼠尾，为避免伤及内脏，应尽量将动物头处于低位，使脏器移向横膈处，右手持注射器从下腹左或右侧向头部方向刺入腹腔，抽注射器，如无回血或尿液，表明针头未刺入肝、膀胱等脏器，即可进行注射。2、注射给药2019/10/17262019/10/1727腹腔注射要点⑴针头刺入部位不宜太接近上腹部或太深，以免刺破内脏；⑵针头与腹腔的角度不宜太小，否则容易刺入皮下；⑶所用针头不要太粗，以防药液注射后从注射针孔流出。注射后用棉球按一下注射部位。为避免注射后药液从针孔流出，也可以在注射时先把针头在皮下。向前推3-5mm，再将注射器沿45°角斜向穿过腹肌进入腹腔。2019/10/1728实验动物的麻醉乙醚(ether)为吸入性麻醉药，可用于各种动物，尤其是时间短的手术或实验。将棉球塞入50ml离心管中，倒入乙醚，浸润棉球即可，倒置时不要有乙醚流下。将要麻醉的小鼠塞入管中，头朝内，利用其挥发的性质，经呼吸道进入肺泡，对动物进行麻醉。吸入后2-3min开始发挥作用。操作时要特别注意通风，注意安全。其优点：麻醉深度易于掌握，比较安全，术后动物苏醒较快。1、吸入麻醉2019/10/1729实验动物的麻醉缺点：需要专人管理，在麻醉初期常出现强烈兴奋现象，对呼吸道有较强的刺激作用，使粘液分泌增加，易阻塞呼吸道而发生窒息。对于经验不足的操作者，用乙醚麻醉动物时，容易因麻醉过深而致动物死亡。另外乙醚易燃、易爆，对人亦有作用，使用时应避火、通风，并注意安全。（已少用）1、吸入麻醉2019/10/1730实验动物的麻醉异氟烷（Isoflurane）为恩氟烷的异构体，为无色的澄明液体，易挥发，具有轻微气味，属吸入性麻醉药，麻醉诱导和复苏均较快。麻醉时无交感神经系统兴奋现象，可使心脏对肾上腺素的作用稍有增敏，有一定的肌松作用。在肝脏的代谢率低，故对肝脏毒性小。吸入麻醉异氟烷的雾化器要严格校准以使能准确控制投入的麻醉剂的浓度。1、吸入麻醉2019/10/1731实验动物的麻醉戊巴比妥钠(sodiumpentobarbital)在实验中最为常用。该品为白色粉末，常配成1％-3％水溶液由静脉或腹腔给药。一次给药麻醉的有效作用时间持续为3-5h，属中效巴比妥类。我们是配成2%水溶液腹腔注射，注射体积为BW（g）*3ul。静脉注射时，前1/3剂量可快速注射，以快速度过兴奋期；后2/3剂量则应缓慢注射，并密切观察动物的肌肉紧张状态、呼吸频率和深度及角膜反射。2、注射麻醉2019/10/1732实验动物的麻醉动物麻醉后，常因麻醉药作用、肌肉松弛和皮肤血管扩张，致使体温缓慢下降，所以应设法保温。巴比妥类对呼吸中枢有较强的抑制作用，麻醉过深时，呼吸活动可完全停止。故应注意防止给药过多、过快。对心血管系统也有复杂的影响，故这类药物不用于研究心血管功能的实验动物麻醉。2、注射麻醉2019/10/1733实验标本的采集方法心脏采血将鼠麻醉，头部套在锥形管中，仰卧，左手拇指和食指轻捏住小鼠胸腔，右手持针，于小鼠剑突三角区剑突右窝以约30度角进针，当针头正确刺到心时，鼠血由于心搏力量自然进入注射器，当看到针管中有血星冒出则随即可进行取血。1、实验动物血液的采集2019/10/1734实验标本的采集方法左手捏住针头，右手抽动注射器，刚开始慢一点，约有0.1ml血进入针管时可以快一点，一般抽取0.4ml即可。有时抽取的过程中上血会一下子止住，这个时候小心地晃动一下针头或是左手轻捏老鼠的身体会好一点，但是动作一定要轻，如果反复试过无效的话就要将针头拔出重新穿刺。1、实验动物血液的采集2019/10/17352019/10/1736实验标本的采集方法小葛：在左侧3-4肋间，用左手食指摸到心搏，右手取连有4-5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺。1、实验动物血液的采集2019/10/1737实验标本的采集方法眼静脉取血左手固定好小鼠，轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难使头部充血。右手取带尖头的铁片，在鼠下颚静脉丛软骨处扎一下，这时血会一滴滴冒出，将血滴入加有抗凝剂的离心管内，等取够血量至不流为止，用棉花按住止血。1、实验动物血液的采集2019/10/1738实验标本的采集方法2019/10/1739实验标本的采集方法2、肿瘤的采集2019/10/1740实验标本的采集方法3、肝、肾、肺的采集2019/10/1741实验动物的处死方法1、颈椎脱臼法：用手抓住鼠尾用力向后拉，同时另一手拇指和食指用力向下按住鼠头部，使其脊髓和延髓离断。2、安乐死法：把小鼠置于一密闭的容器，向其内通CO2使其窒息而死。3、空气栓塞法：将空气急速注入静脉致死，小鼠0.2ml即可。2019/10/1742尸检剖检应在动物死亡后尽快进行。2019/10/1743肿瘤大小测量1.测量肿瘤长径和宽径（一般是长径垂直方向上的最短径）。2.计算公式：（长X宽＾2)/23.测量工具：数显游标卡尺4.测量手法：不要卡得太紧，也不要卡得太松，每次测量要从测同一个位置，卡得松紧度也要一样。从实验开始到结束，测量工作由同一人完成。2019/10/1744肿瘤细胞皮下接种接种时鼠体尽量拉直，皮肤拉平，由裸鼠体侧腰部稍靠上的部位进针，要保证与接种点的距离小于针头的长度，向头部方穿行，不能刺到皮内或者刺破肌肉层，当针头到达接种位点时注射，退出针头，这样操作的目的是为了避免漏液和减少污染。针头在皮下穿行一段后，接种点离进针点较远，最大限度减少污染的可能。其实熟练后，不需要皮下穿行也不会漏液，主要是避免污染。2019/10/1745放映结束谢谢各位同事2019/10/1746讨论欢迎各位同事提问