小鼠脑出血模型建立

1、动物实验基础——基于水迷宫实验解析与探究组长：组员：什么是动物实验？•动物实验（animalexperiment），动物实验指在实验室内，为了获得有关生物学、医学等方面的新知识或解决具体问题而使用动物进行的科学研究。动物实验必须由经过培训的、具备研究学位或专业技术能力的人员进行或在其指导下进行。Morris水迷宫•Morris水迷宫（Morriswatermaze,MWM）实验是一种强迫实验动物（大鼠、小鼠）游泳，学习寻找隐藏在水中平台的一种实验，主要用于测试实验动物对空间位置觉和方向觉（空间定位）的学习记忆能力。•一种小鼠、大鼠能够学会在水箱内游泳并找到藏在水下逃避平台的实验方法。•由于没有任何可接近的线索以标志平台的位置，所以动物的有效定位能力需应用水箱外的结构作为线索。•迷宫由圆形水池、自动摄像及分析系统两部分组成，图像自动采集和处理系统主要由摄像机、计算机、图像监视器组成，动物入水后启动监测装置，记录动物运动轨迹，试验完毕自动分析报告相关参数。原理：实验程序包括•1）定位航行实验•用于测量小鼠对水迷宫学习和记忆的获取能力。•（2）空间搜索实验•用于测量学会寻找平台后，对平台空。

2、间位置记忆的保持能力。实验动物的给药途径及取血方法•（一）经口给药•一般当灌胃针插入小鼠3～4cm，大鼠或豚鼠4～6cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠1～4ml。（二）注射给药•1.皮下注射•皮下注射给药是将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。•2.皮内注射•是将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。•3.肌肉注射•一般多选用臀部或股部肌肉发达、无大血管通过的部位，注射时将针头迅速刺入肌肉，回抽无回血，即可进行注射。•4.腹腔注射•常用于大鼠或小鼠给药。用左手捕捉固定动物，使腹部向上，鼠头略低于尾部，右手将注射针头自下腹部靠近腹白线的两侧刺入皮下，使针头向前推0.5～1.0cm，再以45°角穿过腹肌，缓缓注入药液。为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹.二、实验动物的取血方法•尾部取血可采用针刺尾静脉和剪尾尖两种方法。•（1）针刺尾静脉：先固定动物，用酒精棉球消毒尾部，然后对准尾尖部向上数厘米处的静脉用注射针刺入后立即拔出。采血后用局部压迫、烧烙等方法进行止血。•（2）剪尾尖：将动物固定或麻醉后，露出鼠尾，将尾巴置于45℃～50℃。

3、热水中浸泡数分钟，使血管扩张。擦干鼠尾后，将尾尖剪去1～2mm（小鼠）或5mm（大鼠）。从尾根部向尾尖部按摩，血即从断端流出。小鼠脑出血模型的建立一．实验前准备1．针头的处理将1号注射器（规格0.5*16）针头由尖磨平，这样方便在注射小鼠自身血液时不会伤及大脑而且平头针管也方便实验操作。2．麻醉小鼠用2号注射器将麻醉剂注射到小鼠体内，麻醉剂注射时应选择腹腔注射，将针管刺入小鼠腹部皮肤后感觉针管无阻碍感时方可推药。注意量不可过多，否则会导致小鼠死亡。二．实验步骤•1．固定小鼠•a．用绳子将已麻醉的小鼠俯卧（背朝上）固定在鼠板上，绳子用活结，这样不易打滑。固定时要保持小鼠的两只前脚和两只后脚分别在一条直线上。•b．用棉花将小鼠的头微微垫高，这样方便切开皮肤。2．钻孔•a．将小鼠的头部顺着人字缝皮肤切开大约3~5cm，露出小鼠的头骨。•b．找到小鼠的人字缝在其右边1~2mm处做好钻孔的标记。•c．用钻孔器在记号处垂直钻孔，深度不宜太大。•d．止血。•3．注射a.将小鼠的尾部间断一截，用手指将血液挤出，并用装有抗凝血剂的生理盐水溶液的1号注射器将血液收集，小鼠血液量大致为2ml。•b．将鼠板置。

4、于定位仪下，利用定位仪将1号试管的针管对准小鼠头骨上的小孔。•c．慢慢转动定位仪的旋钮，将针管插入小鼠颅腔内，插入深度大约为1.5cm。•d．推动1号试管的活塞，将小鼠血液缓慢注射进颅腔内，推进大约2格的量（2ml）。•e.注射完成后，等待大约5分钟后，旋动定位仪的旋钮将针管抽出。•4．缝合•a．用缝合针将小鼠的头部皮肤重新缝好，缝的时候用方针，这样不易松开。•b．缝合完成后将小鼠从鼠板上取下，放回笼休息。•谢谢观赏。