动物实验的基本操作方法

一、动物实验与实验动物二、动物实验前准备三、实验动物的抓取固定与编号标记方法四、实验动物的随机分组方法五、实验动物被毛的去除方法六、实验动物给药途径和方法七、实验动物用药量的确定及计算方法八、实验动物的麻醉九、实验动物采血方法十、急性动物实验中常用的手术方法十一、实验动物的急救措施十二、实验动物的处死方法在医学教学、科研和医疗工作中，不论是从事基础医学还是临床医学或预防医学，都需要用实验动物来进行各种实验。通过对动物实验的观察、分析，来研究需要解决的问题，动物实验已成为研究工作中必不可少的重要手段。动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等。细胞实验组织实验器官实验1.动物实验(按机体水平不同分）无损伤整体实验有损伤整体实验亚细胞实验离体实验整体实验2.动物实验(按实验时间长短分)急性实验（2天以内）亚急性实验（1～4周）慢性实验（2～6个月或更长时间生理学的动物实验方法病理生理学的动物实验方法药理学的动物实验方法病理解剖、组织学动物实验方法微生物、免疫学的动物实验方法3.动物实验(按不同学科分)(一)按基因遗传学分类近交系(inbredstrain)封闭群(closedcolony)突变系(mutantstrain)杂交群(hybridstock)(二)按携带微生物分类普通动物(CV)---一级动物清洁动物(CL)---二级动物SPF级动物(SPF)---三级动物无菌动物(GF)---四级动物相似性原则是指利用动物与人类生命现象（如机能、代谢、结构及疾病特点等)的相似性来选择实验动物。例如：烧伤研究模型动物-小型猪因为小型猪的皮肤组织结构与人类相似，其上皮再生、皮下脂肪层、烧伤后的内分泌及代谢等也类似人体。自发性高血压模型动物-SHR大鼠特殊性原则是指利用不同种系实验动物机体存在的特殊结构或某些特殊反应选择解剖、生理特点符合实验目的和要求的动物。例如：热源试验-家兔呕吐试验-家犬、猴和猫过敏性试验-豚鼠耳毒性试验-豚鼠观察切除甲状旁腺后的生理现象-犬标准化实验动物主要是指遗传背景明确，具有已知菌丛和模型性状显著且生物学特征稳定的动物。例如：许多突变品系动物具有与人类相似的疾病或缺损。经济性原则是指尽量选用容易获得、价格便宜和容易饲养的动物。常用动物种属：①啮齿类动物：小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠特点：繁殖周期短，具多胎性，饲养容易，遗传和微生物控制方便，经济。②非啮齿类动物：狗、家兔、猪。③非人灵长类动物：猴、猩猩等健康实验动物基本标志1．动物的购入购入或领取实验动物时，实验人员应向供应部门索取所用动物相应等级的由国家主管部门所颁发的质量合格证书，动物的遗传背景资料、动物微生物检查资料及动物年龄和健康等方面的资料。若是购入或领取清洁级以上实验动物，应采用带有空气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒运输，并严格检查其密封状况。2.动物外观健康检查主要内容：①皮毛：有无光泽、出血、干燥；②眼：有无眼屎、流泪、白内障、角膜损伤等；③耳：有无外伤、耳壳曲折、中耳炎等；④四肢：有无弯曲、脱臼、外伤、关节炎；⑤肛门：有无下痢、血便、脱肛等。3.动物饲养室及饲养器具准备饲养室面积应根据所购入动物的数量来确定。饲养动物的器具等，应在动物购入前准备好。垫料、饲料应按购入动物数量准备。各笼箱的编号及卡片、饲喂动物所用器材，如给饵器、粪便托盘、搬运车、台秤、饲料桶、电源插板等也应准备放好。动物饲养室的环境应根据所计划使用动物的微生物控制级别来进行准备，属于屏障系统的应调整好送排风系统、空气净化系统，控制好温度、湿度、风速、噪声等环境因素。动物饲养室在启用前，应对设施、笼具及用具等统一进行彻底消毒。正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。（一）小鼠抓取固定方法（二）大鼠的抓取固定方法（三）蛙类的抓取固定方法（四）豚鼠的抓取固定方法（五）兔的抓取固定方法（六）狗的抓取固定方法大、小鼠抓取方法步骤：1.带上帆布手套，用右手拇指和食指捏住鼠尾巴中部将鼠提起，放在饲养盒盖上。2.用左手拇指和食指迅速、准确地捏住鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将鼠提起。3.对大鼠而言，当大鼠向前爬行时，用左手食指和中指夹住大鼠颈部，同时拇指和无名指滑向其左右腋下，分开前肢，拿起动物反转为仰卧位，即可进行实验操作。豚鼠的抓取家兔的抓取方法家兔抓取步骤：1.用右手把兔的两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，把兔提起。2.然后用左手托住兔的臀部。比格狗照射固定架驯服动物的固定动物在实验前常常需要作适当的分组，那么就要将其标记，使各组加以区别。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用的要求。常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。（一）颜料涂染这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。使用的颜料一般有：3-5%苦味酸溶液（黄色）2%硝酸银溶液（咖啡色）0.5%中性品红（红色）煤焦油的酒精溶液(黑色)标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号原则：先左后右，从上而下。颜色被毛涂擦标记法（二）烙印法用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。（三）号牌法用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上。对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。动物实验时，常常需要将选择好的实验动物，按研究需要分成若干个组，分组时为了避免人为的因素影响，常应用随机数字表进行完全随机化的分组。1.将实验单位随机分成两组设有小鼠14只，试用随机数字表将其分成两组。先将小鼠依次编为1、2、3……14号，然后任意从随机数字表的某一行某一列的数字开始抄录14个数，编排如下（见下表），现令单数代表A组，双数代表B组。动物编号1234567891011121314随机数目5790120207234737173154080188归组ABBBAAAAAABBAB随机数字表：从第15行第6列开始选取14个数，如遇重复数字则剔除第2个继续往后选取。结果列入A组的动物有8只，列入B组的动物有6只。如要使两组相等，须将A组减少一只，划入B组。应把哪一只小鼠划入B组，仍可用随机数字表，在上述抄录的14个数后面再抄录一个数字为63，此数以8除之，因为归入A组的小鼠有8只，故以8除，得余数7。于是把第7个A（即编写为第10号的小鼠）划给B组。A组15678913B组23410111214经过这样调整，两组小鼠的分配如下：四、实验动物的随机分组方法动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和脱毛三种。1.剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。需注意以下几点：⑴把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤；⑵依次剪毛，不要乱剪；⑶剪下的毛集中放在一个盛水的容器内，勿遗留在手术区和兔台周围，以保证手术野的清洁和防止注射器等夹毛。2.拔毛：兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以利操作。3.脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。常用脱毛剂的配方：1.适用于家兔、大白鼠、小白鼠等小动物的脱毛配方⑴硫化钠3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状。⑵硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水75ml。⑶硫化钠8g，溶于100ml水中。2.适用于狗等大动物的脱毛配方硫化钠10g、生石灰15g，溶于100ml水内，此配方适用于狗等大动物的脱毛。使用以上各种脱毛剂，都应事先剪短被毛，以节省脱毛剂，并减少对皮肤的刺激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在所需局部涂一薄层，2-3分钟后，用温水洗去脱落的被毛，以纱布擦干局部，涂一层油脂即可。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。（一）皮下注射（二）皮内注射：可见皮肤表面鼓起一小皮丘。（三）肌肉注射（四）腹腔注射（五）静脉注射（六）淋巴囊注射（七）经口给药（八）其它途径给药1．呼吸道给药2．皮肤给药3．脊髓腔内给药4．小脑延髓池给药5．脑内给药6．直肠内给药7．关节腔内给药注射途径小鼠大鼠豚鼠兔狗腹腔0.2-1.01-32-55-105-15肌肉0.1-0.20.2-0.50.2-0.50.5-1.02-5静脉0.2-0.51-21-53-105-15皮下0.1-0.50.5-1.00.5-21-33-10几种动物不同给药途径的常用注射量（ml）动物名称项目灌胃皮下注射肌肉注射腹腔注射静脉注射小白鼠最大给药量使用针头1ml9(钝头)0.4ml5(1/2)0.4ml5(1/2)1ml5(1/2)0.8ml4大白鼠最大给药量使用针头1ml静脉切开针1ml60.4ml62ml64ml5豚鼠最大给药量使用针头3ml静脉切开针1ml6(1/2)0.5ml6(1/2)4ml75ml5兔最大给药量使用针头20ml10号导尿管2ml6(1/2)2ml6(1/2)5ml710ml6猫最大给药量使用针头20ml10号导尿管20ml72ml75ml710ml6蛙淋巴囊注射最大注射量1ml/只常用实验动物的最大给药量和使用针头规格（一）动物给药量的确定在观察一个药物的作用时，应该给动物多大的剂量是实验开始时应确定的一个重要问题。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死，可以按下述方法确定动物的给药剂量：1．先用小鼠粗略地探索中毒剂量（如LD50）或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取1/10-1/5。2．植物药粗制剂的剂量多按生药折算。3．化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的药物的剂量。4．确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。5．用大动物进行实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的1/15～1/2，以后可根据动物的反应调整剂量。6．确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼小动物，剂量应减少。如以狗为例：6个月以上的狗给药量为1份时，3-6个月的给1/2份，45-89日1/4份，20-44日的给1/8份，10-19日的给1/16份。7．确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同，以口服量为100时，灌肠量应为100-200，皮下注射量30-50，肌肉注射量为25-30，静脉注射量为25。药物吸收速率与给药途径密切相关，一般而言，吸收速率的大小为：静脉注射呼吸吸入肌肉注射皮下注射口服直肠皮肤。（二）实验动物用药量的计算方法动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量（ml），以便给药。例1：计算给体重1.8kg的家兔静脉注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按1g/kg的剂量注射，应注射多少ml？解：兔剂量1g/kg，注射液为20％，则氨基甲酸乙酯溶液的注射量应为5ml/kg，现在兔体重为1.8kg，应注射20%氨基甲酸乙酯溶液用量=5×1.8=9ml。例2：计算给体重23g的小白鼠，注射盐酸吗啡15mg/kg，溶液浓度为0.1%，应注射多少ml