DHFR筛选原理

MSX加压筛选与MTX加压筛选蛋氨酸亚氨基代砜(methioninesulfoximine,MSX)筛选用的是谷氨酰胺合成酶基因（glutaminesynthetase,GS）系统压力；氨甲喋呤（amethopterin,MTX）筛选用的是二氢叶酸还原酶基因（dihydrofolatereductase,dhfr）系统压力。1.CHO细胞表达体系常用的CHO细胞系有两种：CHO和CHO(dhfr-)，CHO(dhfr-)是缺失二氢叶酸还原酶的细胞株。CHO表达系统是目前应用最广泛的真核表达系统之一，与其它表达系统相比，它具有许多优点：准确的转录后修饰功能，表达的糖基化药物蛋白在分子结构、理化特性和生物学功能方面最接近天然蛋白分子；表达产物胞外分泌，便于分离纯化；具有重组基因的高效扩增和表达能力；贴壁生长，有较高的耐受剪切力和渗透压能力，可进行悬浮培养或在无血清培养基中达到高密度，培养体积能达到1000L以上；CHO细胞属于成纤维细胞，很少分泌内源蛋白，利于外源蛋白的分离纯化。改造CHO细胞，可更好地表达外源蛋白。为减少大规模细胞培养过程中凋亡的发生，将bcl-2基因（细胞凋亡抑制基因）导入细胞，bcl-2基因的过量表达能抑制Gln或氧缺乏引起的细胞凋亡，减少细胞特定营养成分的消耗，提高细胞密度和目的蛋白产量。向CHO细胞中导入p21、p27基因，可使细胞G1期延长（细胞静止），改造后细胞活力正常，营养成分消耗和代谢毒物含量有效降低，从而减少细胞凋亡、死亡，外源蛋白表达量提高，产品成本降低。2.载体系统借助真核基因表达调控的理论，可将较强的顺式作用元件集中到一个载体中，使其方便高效地表达外源基因。目前，已经构建了许多真核表达载体，它们包含适当的顺式作用元件和选择标记。顺式作用元件主要有启动子—增强子元件、转录剪切和PolyA信号等；CHO细胞表达载体中主要有两类选择标记：非扩增基因和共扩增基因。2.1启动子和增强子启动子是影响外源基因表达效率的关键因素。作为表达载体元件之一，启动子既需强的转录活性，又应具备较广的应用范围。细菌的主要启动子和增强子在动物细胞中不起作用，所以大多从启动效率高且生物背景清楚的病毒基因组中分离得到。SV40、LTR和CMV启动子在CHO细胞中效果良好。有研究表明：在CHO细胞中，CMV启动子的转录活性分别是SV40启动子和LTR启动子的10倍和30倍左右。来源于噬菌体的一些启动子，如T7启动子也可用于动物细胞。除了病毒来源的启动子，现在热衷于寻找细胞内源性的启动子，如肽链延长因子基因的启动子（EF-1α）、鸡胞浆β肌动蛋白启动子等。EF-1α启动子是迄今应用中最强的启动子之一。目前商业化的表达载体中主要使用SV40、CMV和EF-1α启动子。外源基因在哺乳动物细胞中的表达受许多因素的影响，如转录水平、转录后处理、翻译水平以及翻译后加工等方面，其中尤以转录水平的调节最为重要。在细胞中转录水平的调控是由基因的顺式作用元件与细胞内存在的反式作用因子之间的相互作用来实现，由于在特定的细胞内，反式作用因子是固定的，不可改变的，因此基因的表达主要取决于其顺式作用元件的作用。对外源基因而言，也就是决定于特定的表达载体中的启动子，一个合适的启动子可将外源基因的表达水平提高几倍甚至几十倍。但是对于特定的基因和细胞，各启动子起始转录的效率有很大的差别，因此我们认为在进行外源基因的表达研究中，应考虑选用几种不同的强启动子，才有可能获得较为理想的表达效果。与启动子相连的是增强子元件，具种、组织特异性，CHO细胞中一般采用SV40和CMV增强子。2.2选择标记和基因扩增CHO细胞表达载体主要有两类选择标记。一类是neo等非扩增基因，它对目的基因的拷贝数没有影响，用于构建瞬时表达载体。另一类具有基因扩增的功能，也称共扩增基因，如二氢叶酸还原酶基因（dihydrofolatereductase，dhfr），谷氨酰胺合成酶基因（glutaminesynthetase，gs）。外源基因在CHO细胞中扩增是提高表达水平的重要策略之一。dhfr基因扩增系统最常用，当携带dhfr基因的表达质粒转染CHO细胞后，或携带dhfr基因的标志质粒与携带外源基因的表达质粒共转染CHO-dhfr-细胞后，可以得到在选择培养基生长的细胞克隆，dhfr可被叶酸类似物氨甲喋呤（Amethopterin，MTX）所抑制，不断提高MTX浓度，绝大多数细胞死亡，但在极少数幸存下来的抗性细胞中，dhfr基因均得以扩增。进行性选择抗氨甲喋呤的细胞系，结果会导致与dhfr串联在一起的外源基因的共扩增，拷贝数可增加几百到几千倍，从而使目的基因高水平表达，从而抵消氨甲喋呤的抑制效应。更重要的是，扩增的区域远远大于dhfr基因本身，即与dhfr基因相邻的DNA区域同时被扩增。但它也有缺陷，表达细胞仅限dhfr缺陷型细胞，重复筛选抗性细胞费时费力，去除选择压力后，扩增基因不稳定。细胞遗传学表明，在选择压力下，扩增基因的大小和结构处在不断变化之中。在细胞分裂的不同时间，不同的宿主细胞和选择药物使基因的扩增范围处于不断变化之中，从100～1000kb。即使是同一种细胞，选择过程不同，基因扩增的范围也不同。谷氨酰胺合成酶（GS）扩增系统是新近发展的更有效的系统，具有更高的扩增效率，但细胞长期连续培养时，生长状况不佳，DHFR系统表达水平虽较GS系统低，但细胞生长稳定。基因扩增还可通过弱化选择标记基因表达来达到。弱化选择标记基因的表达，在使用与常规的表达载体相同的选择压力时，dhfr基因拷贝数更高，外源基因的表达水平也得到提高。如一种双顺反子载体将dhfr基因连在外源基因的3′端，从而位于外源基因3′端下游的dhfr基因的翻译起始效率大大降低，dhfr基因表达被弱化。另一种载体将dhfr基因插入人工合成的内含子内部，两边为剪接供体SD和剪接受体SA，外源基因在内含子的下游，mRNA剪切时，95%的dhfrmRNA被剪切掉。也有一些表达质粒不含选择基因，则必须共转染一个可表达选择基因的标志质粒，如pSVdhfr,该质粒由Psv2dhfr去除SV40的增强子构建而成，起到弱化dhfr基因表达的作用。2.3其它表达载体引入天然或人工合成的内含子序列，有利于外源基因组DNA转录的mRNA剪接内含子，增加稳定性，提高翻译效率，许多真核表达载体带有SV40的内含子。但因大多数插入的外源基因是cDNA，所以一般也用不着剪接信号。真核基因的mRNA加工需要多聚腺苷酸加尾信号（pA），实验表明，除去pA后，外源蛋白表达量降低90%。目前多采用SV40的晚期及早期pA、牛生长素基因的pA和人工合成的pA。3.外源基因启动子之后是克隆的基因组DNA或cDNA。基因组DNA比cDNA表达量要高，应尽量使用基因组DNA。除此之外，可以通过下列方法增加外源基因的表达量：(1)在基因起始密码子的前后设置Kozak序列，即GCCGCCA-3/GCCAUGG+4，其中最重要的是-3位的嘌呤，其次是+4位的嘌呤。具有Kozak序列与否，翻译起始强弱会有一个数量级的差异；(2)尽量切除cDNA中的不必要序列，一方面降低转录、翻译时不必要的能量消耗，另一方面减少5′未翻译前导区和克隆中的GC尾部对表达水平的不良影响，以及减少3′未翻译区对mRNA稳定性的不良影响；(3)拼接一个重组蛋白的信号前导肽，它可以有效地指导合成、分泌蛋白的输出等；(4)在不改变蛋白氨基酸序列的前提下，修饰个别基因的编码序列，解决密码偏性问题。实际表达中，可根据表达效果，对基因加以改造，以提高表达量。4.表达克隆的筛选不同的细胞克隆，外源蛋白表达水平高低不同，原因可能有二方面，一是外源质粒片段整合入细胞染色体的位置不同，有的区域转录活性高，有的转录活性低；二是不同的细胞克隆，质粒的拷贝数是不同的。挑选高表达的单克隆细胞株一般采用两种流程：第一种方案首先通过检测外源基因的表达，逐一筛选dhfr阳性单克隆，再转到浓度持续升高的MTX之下生长，分别进行扩增；另一种方法先把dhfr阳性单克隆合并，在不断升高的MTX之下加压扩增外源基因的表达，最后挑出稳定的、高表达的单克隆细胞株。加压扩增外源基因表达，除了单纯使用dhfr扩增系统或GS扩增系统外，也可采用G418与MTX联合作用细胞，G418与MSX（methioninesulphoximine，GS抑制物）联合作用细胞，或者利用dhfr扩增系统与GS扩增系统共加压。混合克隆的表达水平远赶不上表达较高的单个克隆，这是因为转染的CHO细胞中存在不表达或低表达的非生产细胞，并可在长期生存，甚至MTX加压时占生长优势，排斥其它高表达细胞，成为细胞群体中的主要部分，导致产量严重下降，并对MTX加压无反应。当撤除MTX，会发生外源蛋白表达量下降的情况，原因也可能在此。5.工程细胞大规模培养细胞培养是现代生物学研究中应用最为广泛的技术之一。它的突出优点，一是研究对象是活的细胞，可长时期地监控、检测甚至定量评估其形态、结构和生命活动等；二是可以人为地严格控制研究条件，便于研究各种物理、化学、生物等外界因素对细胞生长、发育和分化等的影响，有利于单因子分析；三是研究的样本可以达到比较均一性。常用的细胞系均是性质均一的细胞，需要时还可采用克隆化等方法使细胞进一步纯化；四是研究的内容便于观察、检测和记录。体外培养的细胞可采用显微镜，电镜等直接观察记录，充分满足实验的要求。另外还具有研究范围比较广泛，研究费用相对经济等优点。然而，细胞培养也有其局限性。由于培养的细胞脱离了机体复杂的环境条件，其细胞形态和功能都会发生一定程度的改变。尤其是体外反复传代、长期培养的细胞，有可能发生染色体非二倍体改变等情况。因此，应将体外培养的细胞视为一种既保持动物体内原细胞一定的性状又具有某些改变的特定的细胞群体。由于细胞培养技术的优点是其他实验方法和技术所不能比拟的，所以近年来细胞培养技术在分子生物学、细胞生物学、遗传学、老年学、免疫学、肿瘤学和病毒学等很多领域都得到了广泛的应用，其中对于分子生物学家及细胞生物学家而言，应用细胞培养对感兴趣的基因产物进行定位、运动及功能研究变得越来越重要。在克隆一个基因后的下一步，往往是将其导入不同类型细胞，以分析其表达，测定表达对细胞生长的影响，或将高表达的基因产物纯化。5.1血清利用含血清培养基生产蛋白制品有许多不利，如增加培养成本和污染机会，增加纯化难度和成本，增加产品质控指标。因此，大规模生产临床使用的生物制品，应尽量减少血清的用量，最好用无血清培养基取代。为此，应尽可能增加大规模细胞培养的接种密度，以缩短生长延滞期，提高细胞比生长速率。如果接种密度较低时，在培养开始阶段，可使用含血清培养基，待细胞密度达到一定浓度(如106/ml)，细胞进入对数生长期，再降低血清浓度或使用无血清培养基。外源蛋白的实际产量无明显下降。许多实验表明，细胞的比生长速度相对降低时，产物的比生长速率提高，原因可能是用于细胞增殖的能量减少，有利于外源蛋白的生产。使用无血清培养墓代替含血清培养基，可克服血清带来的弊端。但失去血清中的促细胞生长因子，细胞生长减慢，密度降低，生存周期缩短，导致蛋白产最下降。因此，往往通过增加无血清培养基中的营养物质，以优化细胞培养，提高蛋白表达。用作血清替代成份的种类很多，大致可分为激素和生长因子、结合蛋白、贴壁和扩展因子及低分子量营养因子四类。有研究报道，添加BSA对促进细胞生长作用显著，丙酮酸钠、腐胺、丁酸钠有利于表达目的产物。不同的CHO工程细胞的培养基添加成份可能存在差异，一般需要自己进行摸索最优条件。5.2氧气和二氧化碳一般认为动物细胞培养的适宜溶氧在10%~60%之间，过高可损伤细胞膜甚至DNA，从而导致细胞死亡。而溶氧过低又会改变细胞的代谢，降低细胞蛋白表达水平，甚至因缺氧而导致细胞逐渐死亡。胡显文等在利用多孔微载体大规模培养CHO细胞时发现，溶氧维持在20%~45%时，对细胞表达产物和葡萄糖代谢无明显影响，但溶氧降至7%~9%时，细胞表达水平明显降低，葡萄糖代谢转化为乳酸的比例上