药理学实验

一、实验动物的选择及捉拿固定正确掌握动物捉拿固定的方法，可以防止动物过度挣扎或受损伤而影响实验观察效果，并可避免实验者被咬伤，从而保证实验顺利进行。下面介绍药理学实验课中常用的几种动物的捉拿固定方法。1、小鼠小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但抓取时动作也要轻缓。抓取时先将小鼠放在粗糙物（如鼠笼）上面，用右手提起鼠尾，将小鼠轻轻向后拉，这样可使小鼠前肢抓住粗糙面不动，用左手拇指和食指捏住鼠头皮肤和双耳，其余三指和掌心夹住其背部皮肤及尾部，这样小鼠便可被完全固定在左手中（图1），此时右手可作注射或其它实验操作，也可将小鼠固定在特制的固定器中。图1小鼠的捉拿方法图2大鼠的捉拿方法2、大鼠捉拿固定的方法基本上与小鼠相同。由于大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击的方式抓取，捉拿时较难一些，为防大鼠在惊恐或激怒时咬伤手指，实验者应带上棉手套或帆布手套，先用右手将鼠尾提起，放在粗糙物上，向后轻拉鼠尾，使其不动，再用左手拇、食指捏住头颈部皮肤，其余三指和手掌固定鼠体，使其头、颈、腹呈一直线（图2），这时右手可作注射，若需进行手术，则应对大鼠进行麻醉后固定于手术台上。如需尾静脉取血或注射，可将大鼠放入固定盒内或用小黑布袋装大鼠，使其只露尾巴。3、豚鼠豚鼠胆小易惊，性情温和，不咬人，抓取幼小豚鼠时，只需用双手捧起来，对体型较大或怀孕的豚鼠，先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住其臀部（图3）。图3豚鼠的捉拿方法4、家兔家兔比较驯服，一般不会咬人，但脚爪较尖，应避免抓伤。抓取时轻轻将兔提起，另一手托其臀部，使其躯干的重量大部分集中在该手上，然后按实验需要将兔固定成各种姿势（图4）。注意抓兔时不要单提两耳，因为兔耳不能承受全身重量，易造成疼痛而引起挣扎，因此单提兔耳，捉拿四肢，提抓腰部和背部都是不正确的抓法。图4家兔的捉拿与固定图5蟾蜍的捉拿与固定5、青蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指和中指夹住一侧前肢，大拇指压住另一前肢，用右手协助，将两后肢拉直，左手无名指和小指将其压住固定（图5）。注意在抓取蟾蜍时，切勿挤压其两侧耳部突起的毒腺，以免毒液喷出射入眼中。二、实验动物的编号在动物实验时，常常需要编号分组，将动物做上不同的标记加以区别。标记的方法很多，常用的编号标记方法有染色法、挂牌法和烙印法。家兔等较大动物可用特制的号码牌固定于耳上，而小动物则常用染色法。染色法是药理学实验课中最常使用的方法，通常用化学试剂涂染动物背部或四肢一定部位的皮毛，代表一定的编号，常用染色的化学试剂有：图6大鼠、小鼠标记法黄色：3%-5%苦味酸溶液咖啡色：20%硝酸银溶液红色：0.5%中性红或品红溶液黑色：煤焦油的酒精溶液（1）1-10号标记法：编号的原则是先左后右，从前到后，如将动物背部的肩、腰、臀部按左、中、右分为九个区，从左到右标记1-9号，第10号不作标记（图6）。（2）10-100号标记法：在上述编号的同一部位，用各种不同颜色的化学试剂擦上斑点，就可代表相应的十位数，例如涂上黄色的苦味酸代表1-10号，涂上红色的中性红代表11-20号，涂上咖啡色的硝酸银代表21-30号，以此类推。三、实验动物的给药方法1、小鼠1.1灌胃法以左手捉住小鼠，使其腹部朝上，右手持灌胃器（以1-2mL注射器上连接细玻璃灌胃管或把注射针头磨钝稍加弯曲制成的灌胃针头），灌胃管长约4-5cm，直径约1mm。操作时，先从小鼠口角将灌胃管插入口腔内，然后用灌胃管向后上方压迫小鼠头部，使口腔与食道呈一直线，再将灌胃管沿着上颚壁轻轻推入食道（图7），当推进约2-3cm时可稍感有阻力，表明灌胃管前部已到达膈肌，此时即可推进注射器进行灌胃，若注射器推注困难，应抽出重插，若误入气管给药，可使小鼠立即死亡，注药后轻轻拔出灌胃管，一次灌药量为0.1-0.3mL/10g体重。1.2皮下注射法通常选择背部皮下注射，操作时轻轻拉起背部皮肤，将注射针刺入皮下，把针尖向左右摆动，易摆动说明针尖确已刺入皮下，然后注射药液，拔针时，以手捏住针刺部位，防止药液外漏（图8），注射药量为0.1-0.3mL/10g。图7小鼠灌胃法图8小鼠皮下注射法1.3肌肉注射法小鼠因肌肉较少，很少采用肌肉注射，若有需要可注射于股部肌肉，多选后腿上部外侧，一处注射量不超过0.1mL。1.4腹腔注射法以左手固定小鼠，腹部向上，注射部位应是腹部的左、右下外侧1/4的部位，因为此处无重要器官。用右手将注射器针头刺入皮下，沿皮下向前推进3-5mm，接着使针头与皮肤呈45度角刺入腹肌，继续向前推进，通过腹肌进入腹腔后感觉抵抗力消失，此时可注入药液，一次注射量为0.1-0.2mL/10g体重（图9）。图9小鼠腹腔注射法图10小鼠尾静脉注射法1.5静脉注射法一般采用尾静脉注射，事先将小鼠置于固定的筒内或铁丝罩内，或扣于烧杯内，使尾巴露出，尾巴于45-50。C的温水中浸泡半分钟或用75%的酒精棉球擦拭，使血管充血，选择尾巴左右两侧静脉注射，如针头确已在血管内，推注药液应无阻力，注射时若出现隆起白色皮丘，阻力增大，说明未注入血管，应拔出针头重新向尾根部移动注射。注射完毕后，把尾巴向注射部位内侧折曲而止血。需反复静脉注射时，应尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动注射。一次注射量为0.05-0.1mL/10g体重（图10）。2、大鼠2.1灌胃法用左手以捉拿固定法握住大鼠（若两人合作时，助手以左手捉住大鼠用右手抓住后肢和尾巴），灌胃方法与小鼠相类似，仅采用安装在5-10mL注射器上的金属灌胃管（长6-8cm,直径1.2mm,尖端为球状的金属灌胃管）。一次灌药量为1-2mL/100g体重。2.2皮下注射法注射部位可选择背部或大腿外侧，操作时轻轻拉起注射部位皮肤，将注射针刺入注射部位皮下，一次注射药量为1mL/100g体重。2.3肌肉注射与腹腔注射法同小鼠。2.4静脉注射法清醒大鼠可采用尾静脉注射，方法同小鼠，麻醉大鼠可从舌下静脉给药，也可将大鼠腹股沟切开，从股静脉注射药物。3、豚鼠3.1灌胃法用左手拇指和食指固定豚鼠两前肢，其余手指握住鼠身（两人操作时，助手以左手从动物的背部把后腿伸开，并把腰部和后腿一起固定，用左手的拇指和食指捏住两前肢固定），灌胃管与灌胃方法同大鼠。亦可采用插管灌胃法，用木或竹制开口器，把导尿管或塑料管通过开口器中央的小孔插入胃内，回注射器针栓，无空气抽回时即可注入药液。3.2皮下注射法注射部位多选择大腿内侧、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常在大腿内侧注射，一般需两人合作，一人固定豚鼠，一人握住侧后肢，将注射器针头与皮肤呈45。角方向刺入皮下，确定针头在皮下后注射，注射完毕后以指压刺入部位片刻，以防药液外漏。3.3肌肉注射与腹腔注射法同小鼠。3.4静脉注射法注射部位可选择前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉、耳壳静脉、或雄鼠的阴茎静脉，偶尔亦可用心脏穿刺给药。一般用前肢皮下头静脉穿刺较用后肢小隐静脉成功率高，而后肢小隐静脉下部比较固定，比起明显可见但不固定的上部穿刺成功率要高。也可在胫前部将皮肤切开一小口，暴露出胫前静脉后注射，一次注射量不超过2mL。4、兔4.1灌胃法给家兔灌胃需要两人合作，助手就坐，将家兔的躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住双前肢固定前身。术者将木或竹制的开口器横放在家兔的上下颌之间，固定于舌头之上，然后把合适的导尿管经开口器中小孔，沿上颚壁慢慢插入食道约15-18cm，此时可将导尿管外口端置于一杯清水中，若无气泡逸出，说明确已插入食道，这时可用注射器注入药液，然后用少许清水冲洗导尿管，灌胃完毕，应先捏闭导尿管外口，拔出导尿管，再取出开口器（图11）。图11家兔灌胃法4.2皮下、肌肉、腹腔注射法基本方法与鼠类相同，选用的针头可以大一些。给药的最大容量分别为：0.5mL、1.0mL和5.0mL/kg。4.3静脉注射法注射部位一般采取耳缘静脉（兔耳外缘的血管为静脉，中央的血管为动脉（图12）。可用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉部位的皮肤，或用电灯泡烘烤兔耳使血管扩张，以左手食指放在耳下将兔耳垫起，并以拇指按住耳缘部分，右手持注射器，针头经皮下，沿皮下向前推进少许再刺入血管，注射时若无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象，说明针头在血管内即可注射药液，注射完毕压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟止血（图13）。图12兔耳缘血管分布图13兔耳缘静脉注射法5、青蛙和蟾蜍淋巴囊内注射蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊，对药物易吸收，但皮肤无弹性，药液容易从穿刺孔逸出。因此，给任何一个淋巴囊注药均不能直接刺入。如作腹淋巴囊注射时，将针头从股部上端刺入肌层，进入腹壁皮下淋巴囊再注药，作胸部淋巴囊注射时，针头由口腔底部穿下颌肌层而达胸部皮下；作股淋巴囊注射时，应从小腿皮肤刺入，通过膝关节而达大腿部皮下。注入药液量一般为0.25-0.5mL（图14）。图14蛙的皮下淋巴囊1.颌下囊2.胸囊3.腹囊4.股囊5.胫囊6.侧囊7.头背囊四、动物的麻醉和取血1实验动物的麻醉在一些动物实验中，特别是手术等实验，为减少动物的挣扎和保持其安静，便于操作，常需对动物采取必要的麻醉。由于动物属间的差异等情况，所采用的麻醉方法和所选用的麻醉剂亦有所不同。1.1常用的麻醉剂动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。1.1.1挥发性麻醉剂这类麻药包括乙醚、氯仿等。乙醚吸入麻醉适应于各种动物，其麻醉量和致死量差距大，所以安全度也大，动物麻醉深度容易掌握，而且麻醉后苏醒较快。其缺点是对局部刺激作用大，可引起上呼吸道黏膜液体分泌增多，再通过神经反射可影响呼吸、血压和心跳活动，并且容易引起窒息，故在乙醚吸入麻醉时必须有人照看，以防止麻醉过深而出现上述情况。1.1.2非挥发性麻醉剂这类麻醉剂种类较多，包括巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，氨基甲酸乙脂和水合氯醛。这些麻醉剂使用方便，一次给药可维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平衡，动物无明显挣扎现象。但其缺点是苏醒较慢。1.1.3中药麻醉剂动物实验时有时也用到像洋金花和氢溴酸冬莨菪碱等中药麻醉剂，但由于其作用不够稳定，而且常需加佐剂麻醉效果才能理想，故使用过程中不能得到普及，因而，多数实验室不选用这类麻醉剂进行麻醉。1.2动物的麻醉方法1.2.1全身麻醉吸入法：用一块圆玻璃板和一个钟罩或一个密闭的玻璃箱作为挥发性麻醉剂的容器，多选用乙醚做麻药。麻醉时用几个棉球，将乙醚倒入其中，迅速转入钟罩或箱内，让其挥发，然后把待麻醉动物投入，约隔4～6min即可麻醉，麻醉后应立即取出，并准备一个蘸有乙醚的棉球小烧杯，在动物麻醉变浅时套在鼻上使其补吸麻药。本法最适于大、小鼠的短期操作性实验的麻醉，腹腔和静脉给药麻醉法：非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射麻醉，操作简便，是实验室最常采用的方法之一。腹腔给药麻醉多用于大鼠、小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用于静脉给药进行麻醉。由于各种麻醉剂的作用长短以及毒性的差别，所以在腹腔和静脉麻醉时，一定要控制药物的浓度和注射量（详见附录表2）。1.2.2局部麻醉局部麻醉一般应用0.5%～1.0%盐酸普鲁卡因注射；眼、鼻、咽喉、黏膜表面麻醉可2%盐酸可卡因溶液，滴入后数秒钟即可出现麻醉。1.2.3麻醉注意事项1、静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，立即停止注射。配制的药液浓度要适中，不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。2、麻醉时需注意保温。麻醉期间，动物的体温调节机能往往受到抑制，出现体温下降，可影响实验的准确性。此时常需采取保温措施，3、做慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。2、实验动物采血方法实验研究中，经常要采集实验动物的血液进行常规检查或某些生物化学分析，故必须掌握血液的正确采集。不同动物采血部位与采血量的关系见附录三。常用实验动物的最大安全采血量与最小致死采血量，见附录四。